斗破苍穹之重生萧炎:藻類問題

  • 如何分散培養成絮狀硅藻細胞

    如何分散培養成絮狀硅藻細胞

    斗破苍穹特别篇2沙之澜蛇女 www.qaehi.icu 硅藻細胞在經過一段時間培養后會變成絮狀,一般可以通過攪拌,通氣,或者調節pH從高到中性就可以變成單細胞狀態。

  • 擴培的藻種長不好怎么辦

    擴培的藻種長不好怎么辦

    網友回復:在原水、培養基和溫度都沒問題的情況下,我以前養過微囊藻,藍藻,藻濃度比較低的時候,光太強會死的所以接種我都接的濃度相對稍微高一點,或者亮度比較低,有時候還用報紙擋一下。

  • 如何避免大規模藻類生產中一些不利情況

    如何避免大規模藻類生產中一些不利情況

    網友回復:藻類培養中及時傳代復壯有助于將藻細胞變形及基質濃縮,增生,胞質色素沉著,細胞數量減少,網狀空泡(水泡),聚縮藻團等不良現象減少,提高培藻效果。

  • 養蝦過程如何添加螺旋藻粉

    養蝦過程如何添加螺旋藻粉

    螺旋藻要過100目篩揉洗于水中投喂。按照蝦苗數量分次投,大約是每立方米水體1克左右粉。要技術員觀察苗的食用效果。(注意殘餌量。從溞狀(1–6期),糠蝦期喂最佳。注意殘餌對水質的影響。

  • 藻類生產過程中造成藻類狀態不好的因素有哪些

    藻類生產過程中造成藻類狀態不好的因素有哪些

    1、攪拌或通氣等過猛,藻細胞破裂,蛋白溶出;

    2、光強度太小或太大,藻細胞自溶;

    3、培養液鹽度(滲透壓)不合適,藻細胞破裂;

    4、其有毒有害物包括試劑品質不合格。

    僅供參考。

  • 如何控制微藻培養過程中的蟲污染

    如何控制微藻培養過程中的蟲污染

    1、添加400-800ppm的NH4HCO3;

    2、添加CO2,控制pH在5.8-6.0;

    3、添加5至10ppm的銅離子(Cu2+);

    4、往水體加入20kHz的電磁波

     

  • 培藻車間的防污染配置

    培藻車間的防污染配置

    微藻培養的車間需要設置一定的防污染凈化裝置來控制空氣和水中的競爭微生物,減少有害細菌進入培藻水體的幾率。

    培藻用水要過濾滅菌,采用強氧化劑(次氯酸、鹽酸、臭氧、紫外),在使用前用還原劑(大蘇打)去除強氧化劑的殘留。

    培藻的培養基要徹底的滅菌殺毒,可以采用臭氧或者紫外或者煮開。

    培藻的車間需要穿雨鞋,進車間前門口配置5000-10000ppm的碘液來浸泡雨鞋,手上要用酒精或者臭氧噴灑。車間按照合適的位置要配置紫外燈殺滅環境中的微生物(同時避免對藻的傷害),對于氣源要過濾并且在氣泵房設置紫外燈保證細菌不要進入曝氣管路。

     

  • 18s測序藻細胞需要多少

    18s測序藻細胞需要多少

    一般建議客戶取100微升,十幾個細胞就可以,多了幾百個會使得胞內菌對測序結果產生影響。

  • 雨生紅球藻什么情況會變白

    雨生紅球藻什么情況會變白

    室外反應器的雨生紅球藻紅細胞漂白很多時候出現在夜間,基本都是個別細胞白了不會全白,這種完整的透明細胞形態可以維持10天以上,光太強,光氧化,類胡蘿卜素分解了還可以理解,最奇怪的是葉綠素也漂白沒了

    1、強光誘導下,不補充二氧化碳會變白的;

    2、晚上光合作用停止,溫度的突然變化也會造成細胞漂白;

    3、pH變化也會使得細胞變白;

    4、鹽誘導過程,濃度不均勻也會造成細胞變白

  • 比較環保的殺菌殺藻產品有哪些?

    比較環保的殺菌殺藻產品有哪些?

    研究了碘伏和異噻唑啉酮除藻劑對球形棕囊藻赤潮生物的滅殺和控制作用.結果表明,單獨使用時,碘伏的最低 有效濃度為30mg*L-1,異噻唑啉酮最低有效濃度為0.30mg*L-1.當兩者復配時有協同作用,可提高它們的殺藻能力.碘伏與異噻唑啉酮濃度比為 1.0∶0.15時除藻效果最佳.

    還有木醋液配合苦楝素、印楝素、苦棟素、苦豆堿、賴素、煙堿、蒼耳水殺藻效果也很好而且環保。

    還有常見的辣椒素用量很少效果極佳。

  • 培養卵囊藻,如何正確使用磷肥?

    培養卵囊藻,如何正確使用磷肥?

    培養卵囊藻使用磷肥注意,如果使用磷肥品質不好,就會導致藻類生長慢。培養卵囊藻尿素和磷酸氫二鉀比例是10:1。如果使用過磷酸鈣,因溶解度差,磷含量低,用量要增加2到3倍,也就是尿素和過磷酸鈣比例為10:2-3。

    注意磷肥質量。

    磷酸氫二鉀假的多,特別是小塑料袋包裝,大多是假貨。過磷酸鈣要使用白色粉沫,能用于水的產品。使用大廠家的產品。

  • 小球藻和球等鞭金藻如何濃縮,濃縮液怎么保存效果好?

    小球藻和球等鞭金藻如何濃縮,濃縮液怎么保存效果好?

    1、小球藻的濃縮以(80±5)mg·kg-1的明礬液及4%的石灰水效果最好;球等鞭金藻的濃縮以(100±10)mg·kg-1的明礬液及6%的石灰水效果最好。

    保存方法以加入?;ぜ糧視筒⒅糜?30℃冰箱中效果最好,小球藻和球等鞭金藻的存活率分別為95%和93%。低溫保存前后,藻的高度不飽和脂肪酸(HUFA)的含量變化不明顯,用濃縮液投喂中國對蝦和輪蟲的效果與普通藻無顯著差異。

    2、項文鈺等將小球藻和蛋白核小球藻都分別加入10%、20%、30%的DMSO,以及20%、35%和50%的甘油,保存在-20℃、-75℃和-196℃的液氮中,再各取一些不加任何防凍劑保存在20℃的培養箱里。3個月后取出培養,觀察顏色變化并測量其中的葉綠素含量,結果表明:濃縮的藻液可以在20℃下長期保存;小球藻濃縮藻液添加20%的甘油在各種不同的溫度下保存效果都很好,其次是10%的DMSO;而衣藻則加入10%的DMSO在各種溫度下保存都較好,加入20%的甘油,在液氮中保存的效果最好。濃度大于10%的DMSO和大于20%的甘油對微藻細胞的保藏效果不佳。

  • 如何進行微藻基因測序鑒定?

    如何進行微藻基因測序鑒定?

    請問鑒定微藻是否可以通過18S測序鑒定,有無通用的引物?

    微藻分子測序鑒定沒有公認的條形碼,一般常用的是18s,rbcL和ITS基因,分子鑒定前最好先用形態學大致鑒定一下,確定目和科,能確定屬最好,然后去NCBI看看哪種分子標記數據多,然后選擇該標記,一般選兩種,例如常用的18S和rbcL,經營比對鑒定,但是18S和rbcL還是比較保守,只能在種水平以上適合,如果種內不同株的鑒定比較困難,18s通用引物有的,查文獻可以,一般的藻類鑒定文獻都有詳細介紹方法。

  • TAP培養基顏色變化的原因

    TAP培養基顏色變化的原因

    TAP培養基的配置說明中關于Hutner’s?trace?elements中的初始配置好是綠色?靜置一陣子?每天搖動促進溶解?顏色變紫色?曝氣?過濾之后?紫紅褐色?只要靜置不產生沉淀?都可以用,如果配置的顏色變化過程和說明不同順序或者產生沉淀則說明試劑出錯。

  • 東海原甲藻和海洋原甲藻的形態區別

    東海原甲藻和海洋原甲藻的形態區別

    東海原甲藻是倒批針心形,海洋原甲藻是心形??頂端有刺

  • 如何保持藻類培養過程培養液pH的穩定

    如何保持藻類培養過程培養液pH的穩定

    一般培養過程中藻類的生長會導致pH升高,為了長期培養我們需要在培養液配方里面加入一些緩沖劑來保證pH的穩定。一般的培養基配方都是經過優化的,如果選擇包含tris成分的培養基,培養過程pH變化比一般不加tris的要穩定很多。比如TAP、ESM、K-medium等等。

    注:tris=三羥甲基氨基甲烷

  • 養殖水體如何控制藍藻?

    養殖水體如何控制藍藻?

    藍藻爆發對養殖水體的破壞是非常巨大,藍藻分泌的毒素會導致全部養殖品種死亡,損失巨大,到了藍藻泛濫的后期再去用藥都是得不償失的,而且所謂的藥物治理藍藻成功都是概率性事件。

    前期的控制尤為重要,我們一般分析藍藻爆發是由于向水體投放了大量的飼料使得水體富營養化,同時高溫,這個時候所有的藻類包括餌料藻以及藍藻都迅速生長處于一個平衡狀態;

    由于藻類進行光合作用迅速,使得水體中的含氧量升高,而二氧化碳含量降低,pH逐漸升高,而藍藻相對于餌料藻更適應高pH的水體環境,這個時候藍藻生長速度快于餌料藻;

    餌料藻生長環境收到抑制,同時被浮游動物和養殖品種作為食物消化掉,而藍藻消化不掉,使得藍藻占比越來越高。

    最終藍藻死亡分泌毒素造成嚴重的經濟損失。

    前期的控制要按照如下步驟:

    1、飼料投放嚴格按照少量多次的原則 ,避免水體富營養化。

    2、在藻類旺盛生長的時候也要往水體爆氣,增加水體二氧化碳含量或者其他增加水體碳源的物質。

    3、及時向水體補充餌料藻,例如小球藻等增加生物競爭,使得藍藻無法成為優勢種群。

    4、檢測水體的pH變化及時采取措施

  • 微藻破壁技術有哪些

    微藻破壁技術有哪些

    目前用到的破壁技術有高壓均質、超臨界水處理、脈沖電場等方法

  • 藍藻中能夠提煉出殺滅藍藻的無公害藥物嗎?

    藍藻中能夠提煉出殺滅藍藻的無公害藥物嗎?

    藍藻里估計不會,但是有金藻里產藻類生長抑制化合物的報道

  • 雨生紅球藻被污染出現很多雜藻是什么?

    雨生紅球藻被污染出現很多雜藻是什么?

    經常在一些藻庫的圖片里面看到一些雨生紅球藻伴生的雜藻,多數都是浮球藻,Planktosphaeria sp.?類似下圖.

    Planktosphaeria sp浮球藻,雨生紅球藻伴生

    Planktosphaeria sp,雨生紅球藻伴生

  • 培養基里面用碳酸氫銨經濟還是尿素便宜?

    培養基里面用碳酸氫銨經濟還是尿素便宜?

    在傳統大規模培養中氮源一般是用碳酸氫銨或者尿素的,從經濟角度來說,碳酸氫銨和尿素的含氮量比例是1:2.7。

    如果碳酸氫銨的價格是800元/噸,那么尿素低于2160元/噸,就是尿素劃算。

  • 如何分離純化微藻細胞

    如何分離純化微藻細胞

    離心分離:離心分離法利用微藻的離心沉降系數不同而將其分離,一般采用1000-3000轉速即可,太高轉速雖能將微藻分離,但是高轉速容易損傷藻細胞,不易養活,而太低的轉速可沒能很好的分離藻細胞。一般情況下,在使用其他分離方法之前也可以使用離心分離法將部分雜質去掉,然后再做相應的分離。在無菌操作之下重復用無菌水進行離心分離可以達到純化作用,而達到純化作用至少須要重復離心20次。

     

    劃線分離:與傳統的微生物劃線分離一樣,利用接種環沾取微藻懸浮液,然后在瓊脂平板上劃線。最后在人工氣候箱中培養一段時間,一般至少須要兩周的時間才能長出微藻藻落,再從單個微藻藻落中挑取微藻至于干凈滅菌的含有相同成分的液體培養基進行培養。若已得純種微藻則可以擴大培養。

     

    稀釋分離:特定濃度的微藻懸浮液用培養基或者滅菌的蒸餾水進行不斷的稀釋,直到每一滴液滴中只有一個微藻時即停止。稀釋好的微藻懸浮液可以滴在干凈的載璃片上,置于顯微鏡下觀察,若視野中即每一滴懸浮液只有一個藻細胞則將其移入事先準備好的培養液中培養,也可以將稀釋好的微藻懸浮液直接按照每孔一滴加入到96孔板中培養,然后挑取只有單個微藻繁殖(同一微孔內只有一種微藻)而來的微孔進行擴大培養。

    ?微吸管分離法:微吸管分離法或許是獲得單細胞藻類最常用并且最實用的方法了,該方法適用于藻細胞較大的藻類,但微吸管法對試驗儀器的要求也相對較高。實驗前須將微吸管或者微璃璃點樣管在酒精燈火焰處將微觀燒軟,然后迅速將微管移離火焰并迅速將其拉長,用醫學鉗子在合適孔徑處將其均勻鉗斷,獲得圓滑的微吸管口,并且微吸管口的孔徑至少要比所吸取的藻細胞大兩倍以上,在吸取藻細胞時須要緩慢,由于流體切變力,過快的吸取速度會導致藻細胞損傷,微吸管口也不可太大,太大就難以吸取單個的目的微藻細胞。毛細管制好之后,將其與2μl、5μl、10μl或者100μl的槍頭連接,最后與移液槍連接即可。在使用微吸管分離的時候,使用普通的光學顯微鏡即可,由于其載物臺較低,因此其操作也比較方便,特別是對于新手所遇到的手抖問題。在用微吸管法分離法吸取細胞時,往往須要進行多次分離,自于毛細管作用,須要先將毛細管管頭至于滅菌的蒸餾水中,將毛細管浸濕以減少毛細管作用,然后利用已浸濕毛細管在樣液中吸取單個微藻細胞,若吸取不止一個微藻細胞,則將吸取液吹打到滅菌干凈的蒸餾水中再次重復操作,重復多次就可以得到單個的純藻細胞。

    96孔板法:96孔板在微藻快速分離篩選方面起到重要作用。目前常用的方法是將待分離的水樣進行稀釋,直到每滴大概含有一個微藻細胞為止,然后將稀釋好的藻液按照每孔一滴加入到含有分離培養基的96孔板中,每孔大概250μl,培養基可以是液體的也可以是固體。置于預先設置好培養條件的人工培養箱中富集培養。如此,在一定的天數之后,某些96孔中所長出來的微藻就有可能是純種微藻。

  • 卵囊藻怎么培養

    卵囊藻怎么培養

    卵囊藻一般都是淡水種,可以在馴化后在低鹽度海水中使用,千分之十五以下。但是擴種培養需要在淡水進行,一般采用bg11或者se培養基培養,溫度在18-25攝氏度,光照周期14:10或者12:12,光照強度3000-6000lux。

  • 一般加速微藻生長的氮源采用哪些成分?

    一般加速微藻生長的氮源采用哪些成分?

    在實驗室和發酵工業生產中,我們常常以銨鹽、硝酸鹽、牛肉膏、蛋白胨、酵母膏、魚粉、血粉、蟬蛹粉、豆餅粉、花生餅粉作為微生物的氮源。不同的微藻對于有機氮源的代謝機制也不同,所以一般實驗都是要先做平行實驗看看到底需要哪種有機氮源。如果覺得平行實驗分析周期太長,索性 就按照NPM配方加入里面的氮源組分也可培養起來。

  • 雨生紅球藻培養液選擇

    雨生紅球藻培養液選擇

    雨生紅球藻的培養液有很多種,用的比較多的有bg11培養基,bbm培養基、HGZ培養基,SM培養基。在實際使用過程中,由于雨生紅球藻生長階段對pH的敏感性,因此培養液對于pH變化應該有一定的緩存穩定性。目前在大量實驗的基礎上,BBM培養液相對其他培養液來說更加穩定,因此上海光語生物科技有限公司向客戶推薦使用bbm培養液配方作為雨生紅球藻藻種擴培和生長的推薦培養液。

    同時我們公司推出在bbm基礎上優化的cbbm培養液商品裝。

  • 雨生紅球藻異養的碳源是什么?

    雨生紅球藻異養的碳源是什么?

    一般小球藻異養發酵采用的是葡萄糖作為碳源,雨生紅球藻(haematococcus pluvialis)缺少利用葡萄糖的機制,一般是采用乙酸鈉(醋酸鈉,sodium acetate)作為碳源

  • 為什么培養初期不能給藻類提供24小時持續強光照

    為什么培養初期不能給藻類提供24小時持續強光照

    在藻類培養初期,一般要求客戶使用14:10或者12:12的光照周期,或者是20:4的光照周期而不提倡24小時的持續光照,這里面的原因是什么呢?

    根據我們在剛接種的時候微藻濃度較低的情況下,強光照持續實驗的結果,光照頂多能增加微藻淀粉、多糖等物質的含量,如果你要想獲得活性物質的話,類似毒素、不飽和脂肪酸等反而會減小,而且藻種會退化,過早進入生長衰退期,稱為光中毒現象。

    如果在生物反應器里面進行培養,后期藻液濃度高到一定程度的時候,我們還是建議客戶采用24小時持續光照的。

    上海光語生物科技有限公司的60L光生物反應器,可以根據設定的光照亮度值,自動調節led的光強,led的光強會根據藻液變濃而變強!

  • 池塘藻類培養需要不斷追肥嗎?

    池塘藻類培養需要不斷追肥嗎?

    在養殖過程中,養殖者忽視了藻類營養的來源,普遍認為中后期投餌量和排泄物的增加,可為藻類生長提供源源不斷的營養。其實不然,殘餌和排泄物中的營養成分大多要通過生物轉化才能被藻類吸收,且可供藻類吸收利用的部分相當有限。因此,中后期適時追肥培藻很有必要。

  • 藻細胞如何破壁?

    藻細胞如何破壁?

    在提取藻細胞物質的實驗之前,不可獲取的需要進行藻細胞破壁處理!

    比較好的破壁的方法包含液氮研磨、甲醇超聲攪拌提取-氯仿萃取、酸溶液凍融。

     

    酸溶液凍融指的是用凍結-解凍過程中在細胞內部的冰晶體對細胞壁的機械作用而使其破裂的一種物理方法,可以加入不同的凍融介質以達到最佳破壁效果,有文獻指出可以采用0.0025 mol/L的PBS緩沖液作為凍融介質。
  • 萊茵衣藻cc3960培養注意事項

    萊茵衣藻cc3960培養注意事項

    cc3960是萊茵衣藻的突變體,在培養的時候除了添加6mmol/L銅離子之外還需要添加精氨酸(Arg)才能成活

  • 濃縮小球藻藻液如何使用

    濃縮小球藻藻液如何使用

    市面上很多濃縮小球藻藻液是通過離心的方法獲得的,離心對細胞結構會產生很大的破壞,所以顯微鏡下面看到的小球藻細胞是破碎的不完整的。自然培養的還帶有藍藻,細菌,水體病害病毒等,濃縮后這些致病致死因素濃度更高,極大威脅健康水體的養殖品種。

    上海光語生物科技有限公司的濃縮小球藻藻液是通過異養獲得的不經過離心就能達到非常高的每毫升100億完整小球藻細胞個體,使用過程可以按照1:100稀釋,每1噸的藻水添加1公斤復合肥。曝氣培養,然后再投放到水體里面。

    我們保證不含有害病毒、細菌、藍藻等對養殖品種有威脅的微生物和抗生素產品,致力于為養殖戶建立無抗生素的養殖環境而努力。

  • 大規模培藻用什么光源?

    大規模培藻用什么光源?

     培藻用的燈一般用金鹵燈, 400或者450w,照度有20000lux,一米距離處,這樣才最接近陽光,飛利浦的質量比較好!

  • 如何判斷小球藻濃縮液的品質?

    如何判斷小球藻濃縮液的品質?

    1、小球藻的培養水體不能含有病害,否則濃縮液導致使用水體出現病害;

    2、小球藻的培養水體不能含藍藻等雜藻細菌,這些藍藻帶到健康水體所帶來的水華會毒害養殖品種,降低水體的肥料抑制健康浮游生物生長,水體生態惡化

    3、計數方式要科學,小球藻自然水體培養最高濃度就是1000萬細胞每毫升,濃縮一下也就是最多10億細胞了,而號稱幾百億都是包含了細菌和病毒細胞的,這種高濃度濃縮液本身就是傳播病害和藍藻的。

    4、顯微鏡鏡檢能看到完整的小球藻細胞,看不到小球藻細胞的那些都是營養液而已,活體小球藻細胞決定了種群優勢是否可以戰勝其他藍藻和病毒獲得水體的營養從而抑制其他有害藻類細菌生長!另外就是細胞要完整,如果看到破碎的細胞很多就是經過離心,這種小球藻效果上大打折扣的。


    上海光語生物科技有限公司的小球藻濃縮液采用異養培養,3天發酵無菌純培養后濃度可以在每毫升20-100億,經過誘導后品質活性葉綠素含量極佳,是目前市面上最可靠的小球藻濃縮液產品,肥水投喂都將保證水體安全和養殖品種健康!

  • 藻類水體和通氣量的關系

    藻類水體和通氣量的關系

    很多客戶問養了10L的藻,這個通氣量如何把握呢?一般來說, 雨生紅球藻,10L的溶液,進氣量是30L/h,密度在每毫升100萬細胞左右。

    其他藻以此類推,密度高了,通氣量就多點,密度低了,通氣量就少點

  • 分選藻的時候用什么儀器設備

    分選藻的時候用什么儀器設備

    一般在藻類篩選的時候我們采用的膠頭滴管燒了拉細或者毛細管虹吸效應來提取單細胞藻類;也可以用10微升的移液槍長槍頭,取一個細胞換一個槍頭

  • 充氣培養產生泡沫原因分析及解決辦法

    充氣培養產生泡沫原因分析及解決辦法

    泡沫是指不溶性氣體分散在液體或熔融固體中所形成的分散物系,它是許多聚在一起的小氣泡。

    一般來講,大量穩定泡沫的形成常常是因為液體中含有某種表面活性物質,比如大多數的洗衣粉、洗潔精,香皂等。表面活性劑的一端含有親水基團,另一端含有疏水基團。通氣時,液體中的表面活性劑在氣體的作用下每個分子的親水端背靠背排列,親水端指向一邊,憎水端指向另一端,從而形成一個相互相似相容引力的薄膜,即形成了泡沫。

    養金魚的魚缸也會因為氣泵產生泡沫,這是清水氣泡,不穩定,極易破碎,通常魚缸循環水有氣泡收集裝置,把氣泡打碎或者轉移。而藻類培養過程中產生的氣泡,通?;崾古嘌罕浠胱?,粘稠度增大,細胞內的營養物質充當了表面活性吸附劑的作用,形成了大量的氣泡,這些細胞往往會凋亡,繼而釋放難聞的惡氣味,培養液呈乳白色??梢運?,泡沫是藻生長不良的表征,是細胞衰退走向死亡開始,應特別注意就是。

    充氣培養過程中產生泡沫原因分析:

    1.通氣時氣泡過大過密集。氣泵:選擇合適的小功率氣泵,連接氣閥,旋轉氣閥調節氣體進入強度。氣頭:選擇冒小氣泡的氣頭(bubble size< 2 mm),調節氣閥,使氣泡最好是一個接一個形成一小串,而不是劇烈通氣,氣泡造成培養基上部翻動。

    2.細胞破碎:氣泡過大造成細胞破碎,形成帶有顏色的氣泡。我做甲藻細胞周期實驗,用150L大缸培養,氣泡過大,因為甲藻細胞壁較脆弱而破碎,培養液乳白色,形成白色泡沫。

    3.染菌:尤其是培養條件不是很好的地方嗎,可以在氣泵和氣頭之間可以串聯一個0.22微米的濾頭,對空氣進行過濾,減少細菌的注入。

    4.藻類代謝物:我們在培養產油綠藻的時候發現,培養液面層會出現一層白色的膜,經檢驗不是菌膜,是油脂成分。

    總之,充氣過程中出現泡沫,一定要注意。

    A:藻體分離,離心或者篩絹過濾收集細胞,無菌海水淋洗去除泡沫

    B:重新配制培養基

    C:抗生素處理細胞

    D:重新接種

     

    藻類培養氣泡

    藻類培養氣泡

    培養藻充氣

    培養藻充氣

    藻類培養氣泡

    藻類培養氣泡

     

  • 小球藻在生產上如何使用能達到最好的效果?

    小球藻在生產上如何使用能達到最好的效果?

    小球藻水產養殖生產中不光是應用于水質處理方面,也是魚蝦蟹的最天然的開口餌料。在人工養殖之前或者自然水體環境中,小球藻是首選的開口餌料。所以,我們應該在苗期之前就把小球藻培育出來作開口餌料,然后再應用到調水環節。
    小球藻如果用來調節水質,在以下幾種情況是最合適的,一是水清、水瘦、水渾濁無藻種;二是水體倒藻之后急需穩定水質環境和培育優良藻種。這時候水發黑發臭,放小球藻可以快速穩定水體環境和降低魚蝦蟹的應激,從而減少發病的機率。因為小球藻放下去就能繁養,處理水里面的有害物質。三是用來與有害藻類競爭,保持優質藻種的主導地位。

  • 用農家糞或者農家化肥可以滿足小球藻的生存繁殖嗎?具體怎么操作?

    用農家糞或者農家化肥可以滿足小球藻的生存繁殖嗎?具體怎么操作?

    我們的培養基其實也有化肥的成分,但如果是農家糞或者農家化肥必須經過發酵分解成為小分子的有機肥之后才可以投入到水塘,否則在水體里藻類與其它微生物利用不了,魚蝦蟹消化也吸收不了,就會沉到池底使得水發黑發臭,影響水質。所以最好是用小球藻專用培養基或者是水產專用的肥藻膏等產品。如果是硅藻水,比較不穩定。因為硅藻死亡之后,硅藻不容易被細菌分解重新利用,硅藻肥起來的水色難以保證存活周期,但小球藻就不會存在這樣的問題。

  • 小球藻生長周期有多長?在任何土質的塘都能生存繁殖嗎?

    小球藻生長周期有多長?在任何土質的塘都能生存繁殖嗎?

    小球藻通過不斷吸收營養和光合作用,大概8~12h左右就可以生長繁殖一代,如果營養鹽、天氣條件、水體環節變化不大的話可以一直生存下去。只要有適合小球藻生存的營養鹽、天氣以及水質環境,任何土質的塘都可以生長繁殖。如果水質變化不大,塘的肥料條件比較好的話,小球藻可以存活15~20d左右。

  • 小球藻可以在干粉里面培育嗎?

    小球藻可以在干粉里面培育嗎?

    我們的小球藻是培育在培養液里面,而不是干粉里面。我們也有些小球藻產品是放在干粉里,但不是應用于水質調節,而是用于苗種天然、優質的開口餌料。所以,我們提供的是培養液保存的鮮活細胞。我們有技術保障小球藻的活性,不會脫水,能夠在低溫條件存活3~5個月。
    使用干粉的任何藻種,包括小球藻是不可能存活的。因為細胞脫水也是會導致死亡的。

  • 小球藻適宜的生活環境以及需要的營養是什么?在水體存活時間長了會不會自然死亡?小球藻濃縮液產品如何保存?

    小球藻適宜的生活環境以及需要的營養是什么?在水體存活時間長了會不會自然死亡?小球藻濃縮液產品如何保存?

    小球藻適宜在25℃~33℃的水體環境下生存,營養鹽充足的情況下,小球藻在池塘里培育起來后能達到長期穩定的效果。小球藻對水質指標要求不是太高,特別喜歡氨氮和亞硝酸比較高的水體,需要的營養鹽的碳肥和氮肥為主,所以只要池塘滿足一定的碳、氮條件就可以保障生存。如果是水泥池,我們也有專門的小球藻培養基供應。
    小球藻在自然水體環境里存活時間比較長,因為小球藻屬于植物,植物會產生種子,小球藻也一樣。理論條件下,只要水體里面營養鹽合適、水質及天氣條件不是太差的話,小球藻可以通過自身不斷的更新換代達到藻相的平衡而一直存活下去。
    小球藻濃縮液的保存條件也是低溫0℃~4℃,有效期可以達到3~5個月。

  • 市場上有小球藻藻源產品放置會不會分層?銷售的小球藻怎么運輸?

    市場上有小球藻藻源產品放置會不會分層?銷售的小球藻怎么運輸?

    因為小球藻的保存條件比較苛刻,需要0℃~4℃低溫保存,所以藻類銷售不是很方便,但產品都是真的。產品放置后一般都會分層,小球藻會沉到底部,上層是抑制活性的培養液。
    小球藻銷售需要在泡沫箱內放冰袋密封冷藏運輸,保證泡沫箱里面的溫度是0℃~4℃,可以進行3~5d長途運輸。達到目的地之后第一時間放入冰箱繼續低溫保存,小球藻的品質就不會受到太大影響。

  • 怎樣鑒別小球藻真假?從產品包裝外型上能否區別真假藻種?

    怎樣鑒別小球藻真假?從產品包裝外型上能否區別真假藻種?

    小球藻首先要生存在水體中,鑒別小球藻的真假主要是看它的儲存方式。如果有宣傳說小球藻方便簡單易用,而且不需要低溫保存來抑制小球藻的活性,那么這種小球藻產品十有八九是假貨。同時不能是干燥的,必須是液體保存。而且我們的小球藻濃縮液是通過專利技術高密度保存,即使是低溫保存,保質期也不超過3個月。所以,市面上宣傳常溫條件下能保存1年并且能隨時使用的小球藻產品也是假冒的。
    從產品包裝外型上區分不了藻種真假。滿足低溫保存條件,就說明該藻種50%是真的。剩下一半的真假性就需要把藻種放到顯微鏡下檢測來確定。

  • 小球藻有什么優勢和劣勢?

    小球藻有什么優勢和劣勢?

    暫時來說,因為許多的藻類都會倒藻,倒藻就會產生毒素,而小球藻作為一個小型綠藻,基本不會產生毒素。作為一種優勢藻種,它具有幾大優點:首先,溶氧充足;其次,亞硝酸鹽,氨氮的指標很低;第三、pH值非常穩定;第四,生長穩定,存活周期長。目前來說,小球藻唯一的美中不足就是pH值在培育前幾天會出現0.1~0.2的波動,而且要天氣晴朗時使用最好。

  • 小球藻需要在0℃~4℃保存,夏天可以放在溫度比較低的土窯或者深井保存嗎?

    小球藻需要在0℃~4℃保存,夏天可以放在溫度比較低的土窯或者深井保存嗎?

    如果北方土窖的溫度高于4℃,保存時間會非常短。因為高于4℃,小球藻很活躍,2~3d就會發黑發臭然后死亡。如果高于4℃,最好是在1~2d之內全部使用。

  • 海水種小球藻保存的適宜溫度是多少?

    海水種小球藻保存的適宜溫度是多少?

    海水小球藻的適宜生長溫度其實和淡水藻種差不多,在南方適應性可能會更好一點,尤其是湛江、海南等接近熱帶地區的省份,常年的溫度都在25℃~35℃,非常適合小球藻的生長,20℃以下低溫的生長條件就不太理想。

  • 當前小球藻成品市場的相關價格及使用方法?

    當前小球藻成品市場的相關價格及使用方法?

    2012年年底開始,小球藻成品開始在市場上銷售。5kg罐裝的銷售價格可咨詢當地經銷商,適用于5~8畝。
    首先,因為小球藻是一個活體的藻種,生產出來之后必須在0℃~4℃低溫保存,但也不能結冰,因為結冰后小球藻細胞壁會破壁,膨脹后就會壞死,0℃~4℃度范圍內可以確保小球藻的種質完好。由于是高濃縮的藻種,小球藻的保質期不長,在低溫狀態下能保存3個月左右。
    所以,小球藻的使用方法是先從冰箱里取出來,放入大桶,不需要加水,讓其自然升溫。等小球藻的濃縮液和周圍氣溫差不多的時候,在放入桶內,倒入小球藻加水加培養基后讓其曝氣活化,24h左右后下塘再使用,效果非常理想。

  • “11/5 o’clock direction”是什么意思?

    “11/5 o’clock direction”是什么意思?

    很多文章描述綠藻的鞭毛時,經常出現“11/5?o’clock?direction”,哪位大神知道是什么意思?
    嚴先生答:

    11點和5點連線的角度
  • 哪些藻會發光

    哪些藻會發光

    夜光藻(學名:Noctiluca scintillans),俗稱海耀[1],也稱夜光蟲,為一種在海中生存的非寄生甲藻,能作生物發光。這種藻類之所以能發光,是因為其體內數以千計的球狀胞器中,具有螢光素-螢光素酶,這些胞器就像微型的電源供應器,讓夜光藻在感受到周遭環境的變化時發出螢光。

    夜光藻為異養有機體,它能夠吞噬,會以浮游生物、硅藻、甲藻、細菌,甚至魚卵為食,有文獻指出,硅藻為夜光藻最愛的食物;它也能以光合作用生存[2]。實驗室條件下我們一般都是投喂扁藻。

    藻類本身并無毒性,但其吞食浮游生物之后,體內會留下大量的氨,這些氨會被藻類排泄出來至附近水域,有些特殊藻類則能將之轉化為神經毒素(例如亞歷山大藻),造成該水域中的生物死亡。

    夜光藻一般保存期很短就1-2個月,而且只有夏季水溫高的時候才能篩選到。

    塔瑪亞歷山大藻是可以發光的,但是他不能像夜光藻那么亮。只有養的很好的時候才會發光!

  • 三角褐指藻和小新月菱形藻的區別

    三角褐指藻和小新月菱形藻的區別

    我們一般是這樣區分的?一是細胞大??;二是細胞形態?三角藻一般各種形態都會有?新月一般只有一種形態 ;再就是電鏡和分子鑒定了
    目前在這兩種藻的分子鑒定研究領域內,中國海洋大學比較有經驗
  • 硅藻生活習性方面的知識

    硅藻生活習性方面的知識

    源自//tolweb.org/Diatoms/21810

    //earthobservatory.nasa.gov/Features/Phytoplankton/

    Introduction

    The diatoms are one of the largest and ecologically most significant groups of organisms on Earth. They are also one of the easiest to recognize, because of their unique cell structure,?silicified cell wall and life cycle. They occur almost everywhere that is adequately lit (because most species need light for photosynthesis) and?wet – in?oceans, lakes and rivers; marshes, fens and bogs; damp moss and rock faces; even on the feathers of some diving birds. Some have been captured by other organisms and live as endosymbionts, e.g. in dinoflagellates and foraminifera. Because of their abundance in marine plankton, especially in nutrient-rich areas of the world’s oceans, diatoms probably account for as much as 20% of global photosynthetic fixation of carbon (~ 20 Pg carbon fixed per year: Mann 1999), which is more than all the world’s tropical rainforests.

    hydrosera.250aHydrosera. ??David G. Mann. This image comes from the Professor Frank Round Image Archive at the Royal Botanic Garden Edinburgh

    Diatom cells have regular geometrical shapes. In a mathematical sense, they are always ‘closed generalized cylinders’ and they are usually straight (‘right’) but the cross section of the cylinder can vary from circular to elliptical to spicular to complex lobed shapes like the?Hydrosera?cell shown above. The shape is maintained faithfully, whatever the environmental conditions, because the cell wall contains a large proportion of hard, brittle?silica, which is partially hydrated?[(SiO2)m.nH2O] and non-crystalline. Basically, diatoms live in glass boxes. The silica shell of the diatom is called the ‘frustule’ and?is made of?two halves, each in turn composed of several different pieces.?Hydrosera?frustules, like those of all other diatoms, are perforated by many small holes, which allow water, dissolved material and solids (gases, inorganic nutrients, and organic substrates and secretions) to pass in or out.

    assemblages.250a

    Left: Living diatoms and other algae from a freshwater loch in Scotland. Right: False-colour picture of a subfossil assemblage from a muddy deposit a few metres below the surface of a mire in SW Scotland. ? 2008?David G. Mann

    The silica of the diatom cell wall is resistant to decay, although it will begin to dissolve once its organic coating has been stripped off. Once incorporated into silica-rich sediments, however, frustules may survive for hundreds to millions of years and can be used to monitor changes in freshwater or marine environments. The left-hand picture above shows a spread of living diatoms and other algae from a freshwater loch in Scotland. Each cell contains one to several brownish chloroplasts. Shown in the right-hand (false-colour)?picture is a subfossil assemblage from a muddy deposit a few metres below the surface of a mire in SW Scotland. Here, all the cells are empty – only the cell walls remain; indeed, in many cases the cell walls have fallen apart into their component pieces. But it is still possible to identify them, because the walls retain their shape and pattern. Consequently, if the ecologies of the species are known, then the fossil assemblage can be used to estimate what conditions were like when it was formed. In the assemblage illustrated there are both planktonic species (the circular?Cyclotella?valves) and benthic species, which have become mixed together after death.

    navicula_reinhardtii_valves

    Life cycle series of?Navicula reinhardtii?valves. ? 2008?David G. Mann

    Because of the construction of the silica frustule and the way in which cells divide, average cell size declines during the life cycles of most diatoms. The shape often changes too, as in the series of?Navicula reinhardtii?valves shown. It can take a long time for cells to decline to their smallest size – often several years in nature – but sooner or later there is an abrupt restitution of size, taking a?few days, involving formation of a special cell, called an auxospore. This behaviour is unique.

    Variation in shape and size during the life cycle causes major problems for people trying to identify diatom species and also for taxonomists, if only a few dead specimens are available for study. If diatoms ‘miss’ the chance to form auxospores (for example, if suitable mates are not available, or if environmental conditions are unsuitable), the cells continue to divide, getting smaller and smaller until they die.

    Characteristics

    Diatoms share several characteristics with some or all other heterokont algae, including (see also van den Hoek et al. 1995):

    • plastids that are enclosed by?four membranes. The inner two are homologous with the two membranes surrounding the plastids of Rhodophyta, Chlorophyta and Glaucophyta. The outer?two, often referred to as ‘chloroplast endoplasmic reticulum’ reflect the origin of the heterokontophyte plastid as a secondary endosymbiont, related to extant Rhodophyta.
    • between the outer and inner chloroplast membranes, there is often a network of anastomosing tubules called the periplastidial reticulum.
    • grouping?of the thylakoids into stacks of?three (lamellae) within the plastid.
    • presence of a girdle lamella beneath the plastid membranes, surrounding all the other lamellae.
    • chlorophylls a and c and fucoxanthin?as the major light-harvesting pigments for photosynthesis.
    • chloroplast DNA usually concentrated within a ring-shaped nucleoid at the periphery of the plastid (but there are exceptions in some diatoms!)
    • a β-1,3-linked glucan as the main reserve polysaccharide.
    • possession of special tripartite stiff hairs (‘mastigonemes’) on a flagellum.
    • mitochondrial inner membrane developed into tubular invaginations.

    Diatoms share with the bolidophytes a unique 2 amino-acid insertion in the large subunit of Rubisco.

    The characteristics of diatoms are that:

    • all species are unicellular or colonial coccoid algae. None are free-living flagellates.
    • the only flagellate cells produced are the male gametes (= sperm, spermatozoids) of ‘centric’ diatoms. These have a single forward-pointing flagellum, which bears mastigonemes.
    • the relative proportions of the chlorophylls and fucoxanthin produce a yellow-brown or greenish-brown colour in the plastids.
    • most have a large central vacuole or pair of vacuoles.
    • cells (especially during stationary-phase) often accumulate large quantities of?lipids and fatty acids; polyphosphate bodies are also present and sometimes take the form of discrete spherical or complex ‘volutin’ granules, one per vacuole.
    • secretion of extracellular polymeric material (usually polysaccharides) is common,?as stalks, pads, capsules, tubes, chitin fibres, or trail material from locomotion.
    • all cells (except the gametes and endosymbiotic diatoms) possess a bipartite cell wall comprising two overlapping halves.
    • each half-wall itself consists of a large end-piece, the ‘valve’, and several or many narrow bands or segments, which together form the ‘girdle’.
    • the cell wall is almost always heavily silicified.
    • cell wall elements (valves, girdle bands, and auxospore scales and bands) are formed intracellularly, in special membrane-bound ‘silica deposition vesicles’ associated very closely with the cell membrane; they are not secreted from the cell until they are complete.
    • new wall elements are always produced?within?the confines of an existing cell wall. As a result, average cell size usually decreases with successive mitotic divisions during the life cycle.
    • size is restored via the formation and expansion of a special cell, the auxospore, which is usually a zygote. The basic shape of each diatom species is largely created during the expansion of the auxospore, but is often modified during subsequent mitotic cell divisions.
    • during vegetative mitoses, the nucleus always lies to one side of the cell immediately beneath the girdle, at the edge of the hypotheca.
    • mitosis is open, the nuclear envelope breaking down before metaphase; the spindle is a narrow cylinder, persistent at telophase, consisting of two interdigitating half-spindles, each associated with a polar plate.
    • the chromosomes bunch closely around the cylindrical spindle at metaphase, becoming impossible to separate and count.
    • cytokinesis occurs through cleavage.
    • the life cycle is strictly diplontic: as far as is known, all vegetative cells of all species are diploid, and all mitoses take place in the diploid phase. However, haploids have occasionally been grown in culture in a few species.
    • they occur just about everywhere in aquatic and damp terrestrial habitats, providing that photosynthesis is possible!
    • they are amazingly diverse, with hundreds of genera and perhaps 200,000 species (Mann & Droop 1996), of which only a tenth have been described so far.

    Relationships of Diatoms to Other Groups

    Despite a number of studies to examine phylogeny, using one or several genes, the relationships?of diatoms to other groups are still unclear and there is still a huge gap in our understanding of how and when diatoms acquired their unusual morphology and life-cycle characteristics. The diatoms have often been?treated as a separate phylum, reflecting their unique features. Pascher (1914, 1921) suggested that the diatoms have features in common with the Chrysophyceae and Xanthophyceae and therefore placed these classes and the Bacillariophyceae in the phylum Chrysophyta. Ultrastructural and molecular sequence data have confirmed the general thrust of Pascher’s idea, placing the diatoms unambiguously among the heterokont protists (‘stramenopiles’) within the chromalveolates (Adl et al. 2005).

    In the past, it was sometimes suggested that diatoms evolved well before their appearance in the fossil record and that the early phases in diatom evolution were lost long ago through diagenesis of diatomites to chert (e.g. Round 1981). This is made extremely unlikely by recent molecular phylogenies, which date the origin of diatoms towards the beginning of the Mesozoic Era.?Furthermore, a?close relationship to other silica scale or silica skeleton-producing algae and protists, such as the Chrysophyceae, is not evident in recent analyses.?The closest known relatives of the diatoms are the bolidophytes (Bolidophyceae), which are a small group of marine autotrophic picoplankton with the same kind of plastids and flagellum structure as diatoms and some other autotrophic heterokonts (Guillou et al. 1999). However, bolidophyte cells are highly reduced and simplified and do not seem to produce any silica structures, although it is possible that silicifying?life cycle stages have been missed.

    Mann and Marchant (1989) suggested that?another group, the Parmophyceae, may?also be closely?related to diatoms and thus may give hints as to how?diatoms arose,?because they produce silica scales that in some respects (radial pattern subtended by a central ring, space-filling development of pattern)?resemble diatom valves and girdle bands. So far, no DNA sequences have been confirmed to be derived from Parmophyceae, but a clade of unknown heterokonts closely related to diatoms and bolidophytes has been detected by Lovejoy et al. (2006) and may represent the Parmophyceae; it is certainly important for understanding the evolution of both bolidophytes and diatoms that?the organisms detected by Lovejoy et al. are fully characterized.

    Round and Crawford (1981) and Mann and Marchant (1989)?developed?hypotheses about how the diatom frustule evolved, based on comparative morphology. Both?suggested that diatoms probably arose from?scaly celled ancestors. The scale-case was thought initially to have been homogeneous (all the scales were fairly alike in size, shape?and structure). Then there was a stage in which?the scales became differentiated into larger valve-like scales and narrower ones that resembled the segments found in the?girdles of modern?Rhizosolenia?species (though this is not meant to imply that modern rhizosolenids are a basal offshoot), and a still later stage when the proto-girdle bands became even narrower,?forming hoops around the cell.

    According to this evolutionary progression,?valves and girdle bands would have a common origin, which seems reasonable because their?structure is?often similar and they are formed in similar ways. Furthermore, cells covered evenly with scales are known in diatoms, in the auxospores of some centric diatoms, e.g.?Melosira?orEllerbeckia?(Crawford 1974, Schmid & Crawford 2001).

    The main differences between the Round–Crawford and Mann–Marchant hypotheses are in the assumptions made about the nature of the scales and scaly cell in the early (‘Ur’) diatoms and the nature of the scaly cells themselves. In the Mann–Marchant scheme, the scales of the pre-diatom were space-filling structures, which abutted to form the complete, functional cell?wall of a temporarily dormant cyst, whereas Round and Crawford envisaged the scales as separate elements that did not abut but?were imbricate,?covering growing vegetative cells as in modern synurophytes.

    No precursors of diatoms have been identified from the fossil record.

    Discussion of Phylogenetic Relationships

    Just as it is something of a mystery at present as to how and why the diatoms arose from among the other heterokont algae, so also we have little idea about relationships among the major lineages within the diatoms. At the generic level and, to a lesser extent, within families of diatoms, considerable progress has been made during the last 40 years, as a result of huge injections of new information and analysis, first from electron microscopy (particularly scanning electron microscopy), then from examination of cell structure and sexual reproduction – which are characteristics previously ignored by most diatomists – and most recently from molecular phylogenetics. However, these data have not yet provided a clear idea of higher-level relationships in diatoms, among families, orders and classes. Round et al. (1990) described many new genera and resurrected others from obscurity, on the basis of morphological and cytological surveys; these have on the whole been supported by subsequent investigations, including studies based on molecular data. Round et al. also provided a new framework of classes, orders and families to ‘hold’ the revised genera. These have not been so successful. Gene sequence data have shown over and over again that informal analysis of relationships, based on morphology, often fails to reveal the true pattern of evolution. The problem seems to be that parallel or convergent evolution of shape and wall structure has been rampant within the diatoms. But in many cases, molecular analyses have also failed us thus far, partly because of convergent evolution and partly because of analytical difficulties, such as establishing homology in rDNA sequences and hence developing a correct alignment matrix.

    Round et al. divided the diatoms into three classes: Coscinodiscophyceae, Fragilariophyceae and Bacillariophyceae, which correspond to three of the main types of valve organization. The Coscinodiscophyceae were to be recognized by having valves in which the pattern of ribs and striae (lines of pores) radiates out from a ring (the annulus). In the Fragilariophyceae, the pattern was feather-like, with the ribs and striae being arranged either side of one or two longitudinal ribs or strips (sterna). And in the Bacillariophyceae, the pattern was similar to that in in the Fragilariophyceae, except that the central strip contained a raphe system. Informally, these three structural variants can be referred to as ‘centrics’ (Coscinodiscophyceae), ‘araphid pennates’ (Fragilariophyceae) and ‘raphid pennates’ (Bacillariophyceae).

    Although analyses of molecular sequence data have not yet provided us with a clear picture of the early evolution of the diatoms, one thing has become obvious: the Round et al. three-class system is wrong, if the aim is to reflect phylogeny. The phylogenetic trees that have been published during the last 15 years disagree in many respects, but all show the primary radiation to have occurred among diatoms with a centric valve structure, the pennates having evolved later, from ancestors with centric structure. Furthermore, the Fragilariophyceae are not monophyletic, being paraphyletic with respect to the Bacillariophyceae. So, of the three Round et al. classes, only one – the Bacillariophyceae – is satisfactory.

    The main features that appear in several phylogenetic trees (once the topologies of the trees have been simplified to include only those relationships that have good statistical support)?are:

    1. a basal polytomy of?clades, all but one of which have circular valves (very rare exceptions) with a centric valve pattern and?monopolar or radial symmetry; the clades with circular valves and centric organization are often referred to as the ‘radial centrics’. The ‘radial centrics’ may be a monophyletic group and appear so in some published trees; on the whole, however, it appears that they are not.
    2. a further clade in the basal polytomy that comprises the remainder of the centric diatoms and all of the pennate diatoms. The centric diatoms in this clade usually have?a polar organization. The pattern still radiates from an annulus, but the valves are usually elliptical or elongate, triangular or triradiate, etc, and the structure of the valve shows bi- to multipolar symmetry; circular valves are?uncommon?and possible secondarily derived. Centric diatoms of this kind are often referred to as ‘polar centrics’.
    3. the polar centrics rarely appear in molecular phylogenies as a monophyletic group; instead,?they are usually paraphyletic with respect to the pennate diatoms.
    4. the pennate diatoms are monophyletic.

    Medlin & Kaczmarska (2004) proposed a replacement for the Round et al. scheme, based on interpretations of molecular and some nonmolecular data, in which the diatoms were divided into two subphyla, Coscinodiscophytina (=?‘radial centrics’) and Bacillariophytina (‘polar centrics’ + pennates), and the Bacillariophytina in turn into two classes, the Mediophyceae (‘polar centrics’) and Bacillariophyceae (pennates). Note that Medlin & Kaczmarska’s use of ‘Bacillariophyceae’ (all pennate diatoms) differs from that of Round et al (1990) (only raphid pennate diatoms). It is very likely that the Mediophyceae are paraphyletic and quite likely that the Coscinodiscophytina are also paraphyletic. Because of this, and because some published molecular analyses are said not to be repeatable, the Medlin–Kaczmarska scheme has been heavily criticized (e.g. Williams & Kociolek 2007). However, the new classification does have the virtue, relative to the Round et al. (1990) classification, that it reflects better the?finding, now generally agreed and consistent with the fossil record,?that diversification occurred first among diatoms with a centric valve structure, and that pennates evolved later from within one out of several or many centric clades. Although this is not a new idea (e.g. Simonsen 1979), it?was only one of many possibilities aired before the advent of molecular systematics (see?Mann & Evans 2007).

    Adl et al. (2005) adopted Medlin & Kaczmarska’s names but noted that the Coscinodiscophytina and Mediophyceae might be paraphyletic. Here, Medlin & Kaczmarska’s formal taxa are used only?where there seems to be good support for monophyly (i.e. the Bacillariophytina and Bacillariophyceae). Nevertheless, it is often useful to distinguish Medlin & Kaczmarska’s?Coscinodiscophytina and Mediophyceae informally, as ‘radial centric diatoms’ and ‘polar centric diatoms’, to highlight what seems to be a well-established feature of diatom evolution, that complex shapes and bi- or multipolar structure developed in one clade of centric diatoms (within which the pennates evolved later), but not in several others.

    Global Significance

    It has been known for a long time that diatoms are abundant in aquatic habitats, forming an essential part of many food chains. However, it was not until the 1990s that their huge contribution to the global carbon economy began to be fully appreciated. A back-of-the-envelope calculation (Mann 1999) goes like this:

    • total net primary production for the globe is ~ 105 Pg carbon per year (Field et al. 1998)
    • of this, about 46% occurs in the oceans and 54% on land (Field et al. 1998)
    • of the oceanic component, about one-quarter (11 Pg) takes place in oligotrophic (nutrient-poor) regions, one-quarter (9.1 Pg) in eutrophic (nutrient-rich) regions, and half?(27.4 Pg) in the remaining mesotrophic regions (Field et al. 1998)
    • diatoms account for no more than 25-30% of primary production in nutrient-poor waters, but perhaps 75% in nutrient-rich regions (Nelson et al. 1995); so, assume an intermediate value of 50% for mesotrophic waters
    • the total contribution made by diatoms is then {(11 × 0.25) + (27.4 × 0.5) + (9.1 × 0.75)} = 23.275 Pg carbon per year, which is ~ 23.5% of the global total

    It’s probably an overestimate, but the importance of diatoms is evident nonetheless. For comparison, all the world’s tropical rainforests fix 17.8 Pg, all the savannas 16.8 Pg, and all the world’s cultivated area another 8 Pg.?The fate of the carbon that diatoms fix is now a crucial issue in climate-change research.

    Another way to appreciate diatoms is to realize that they give us every fifth breath, by the oxygen they liberate during photosynthesis.

    General Texts

    Round, F.E., Crawford, R.M. & Mann, D.G. (1990). The diatoms. Biology and morphology of the genera. Cambridge University Press, Cambridge. 747 pp.

    Stoermer, E.F. & Smol, J.P. (1999). The diatoms. Applications for the environmental and earth sciences. Cambridge University Press, Cambridge. 488 pp.

    van den Hoek, C., Mann, D.G., Jahns, H.M. (1995). Algae. An introduction to phycology. Cambridge University Press, Cambridge.

    References

    Adl, S.M., Simpson, A.G.B., Farmer, M.A., Andersen, R.A., Anderson, R.A., Barta, J., Bowser, S., Brugerolle, G., Fensome, R., Fredericq, S., James, T.Y., Karpov, S., Kugrens, P., Krug, J., Lane, C., Lewis, L.A., Lodge, J., Lynn, D.H., Mann, D.G., McCourt, R.M., Mendoza, L., Moestrup, ?., Mozeley-Standridge, S.E., Nerad, T.A., Sheraer, C., Spiegel, F. & Taylor, F.J.R. (Max) (2005). The new higher level classification of eukaryotes and taxonomy of protists. Journal of Eukaryotic Microbiology 52: 399-451.

    Field, C.B., Behrenfeld, M.J., Randerson, J.T. & Falkowski, P. (1998). Primary production of the biosphere: integrating terrestrial and oceanic components. Science 281: 237-240.

    Crawford, R.M. (1974). The auxospore wall of the marine diatom Melosira nummuloides (Dillw.) C. Ag. and related species. British Phycological Journal 9: 9–20.

    Guillou, L., Chrétiennot-Dinet, M.-J., Medlin, L. K., Claustre, H., Loiseaux-de Go?r, S., Vaulot, D.: Bolidomonas: a new genus with two species belonging to a new algal class, the Bolidophyceae (Heterokonta). Journal of Phycology 35, 368–381 (1999).

    Lovejoy, C., Massana, R. & Pedrós-Alió, C. (2006). Diversity and distribution of marine microbial eukaryotes in the Arctic Ocean and adjacent seas. Applied and Environmental Microbiology 72: 3085–3095.

    Mann, D.G. (1999). The species concept in diatoms. Phycologia 38: 437-495.

    Mann, D.G. & Droop, S.J.M. (1996). Biodiversity, biogeography and conservation of diatoms. Hydrobiologia 336: 19–32.

    Mann, D.G. & Evans, K.M. (2007). Molecular genetics and the neglected art of diatomics. In: Unravelling the algae – the past, present and future of algal systematics (Ed. by J. Brodie & J. Lewis), pp. 231-265. CRC Press, Boca Raton, Florida.

    Mann, D.G. & Marchant, H. (1989). The origins of the diatom and its life cycle. In J. C. Green, B. S. C. Leadbeater & W. L. Diver (eds.) The chromophyte algae: problems and perspectives (Systematics Association Special Volume 38), pp. 305–321. Clarendon Press, Oxford.

    Medlin, L.K. & Kaczmarska, I. (2004). Evolution of the diatoms: V. Morphological and cytological support for the major clades and a taxonomic revision. Phycologia 43: 245–270.

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  • 如何判斷中肋骨條藻的狀態

    如何判斷中肋骨條藻的狀態

    由于中肋骨條藻的實驗室培養比較困難,1.5年左右就會衰退,需要重新在海域采集,因此很多客戶在實驗室判斷中肋骨條藻的狀態就遇到困惑。

    中肋骨條藻狀態好的話,細胞一個一個的很飽滿,連成10~30個每條鏈,由于沒有鞭毛,它不會動的。

  • 有沒有簡單方法脫出或者提取藻中蛋白質

    有沒有簡單方法脫出或者提取藻中蛋白質

    Bead beating(蛋白反復珠磨法)提取藻中蛋白質效果直接,處理簡單

  • 什么藻可以超低溫保存

    什么藻可以超低溫保存

    超低溫保存只適合于部分硅藻和藍藻,并不是所有藻都合適,有鞭毛的藻也不能進行超低溫保種,即使保種成功了,成活和復壯率很低的,只有不到10%左右。成活的從低溫取出到完全復壯也要3個月時間。

  • 耐高溫的海水藻有哪些

    耐高溫的海水藻有哪些

    一般的海水藻比較耐受高溫的有湛江等鞭金藻,硅藻的話一般是中肋骨條藻?;頸繞淥謇囁梢閱褪芙細叩乃?/p>

  • 培養夜光藻的方法

    培養夜光藻的方法

    培養夜光藻的關鍵并不是培養基的配方而是在于混養,夜光藻需要吃藻才能生長良好,一般可以考慮混養扁藻

  • 藻類如何破壁

    藻類如何破壁

    藻類細胞破壁技術作為一種高科技手段,其應用十分廣泛。除病毒外,一切生物均由細胞構成,根據細胞內核結構分化程度的不同,細胞可以分為原核細胞和真核細胞兩大類型。細胞壁(cellwall)是細胞的外層,在細胞膜的外面,細胞壁之厚薄常因組織、功能不同而異。植物、真菌、藻類和原核生物都具有細胞壁,而動物細胞不具有細胞壁。細胞壁本身結構疏松,外界可通過細胞壁進入細胞中。

    藻類的細胞破壁最有效的方法就是采用液氮研磨

    液氮研磨在分子生物學實驗中應用廣泛,特別是有關核糖核酸(RNA)、脫氧核糖核酸(DNA)的分離。液氮的溫度為一196℃,它既能使各種組織成分不易被破壞或降解,又能使組織變硬,脆性增加易于磨碎。正是由于液氮的溫度極低,操作時要特別小心。液氮研磨,一是為了終止細胞內外一切生物反應,比如提取RNA時,防止RNA酶的降解反應等;還有一個原因,就是在液氮中的細胞完全凍硬了,研磨可以達到很好的破胞效果,將細胞磨成粉,使里邊的物質釋放出來。

  • 清除藻類培養瓶上白色物質

    清除藻類培養瓶上白色物質

    有誰知道藻類培養過后,培養瓶上留下來的一層白色物質是什么?有什么辦法在洗瓶子的時候把它清理干凈?我看那個放培養液的瓶子里也會殘留一點,但是沒有培養藻液瓶子里的留得多

    答:這些白色物質一般是鹽沉淀,用稀鹽酸或者高錳酸鉀泡?

  • 哪個牌子小球藻好

    哪個牌子小球藻好

    不管哪個品牌的小球藻片,小球藻粉,小球藻飲料制品,小球藻添加劑,上海光語生物科技有限公司的工程師都建議采用純發酵 的小球藻原粉作為原料,才是最好最可靠的小球藻產品。

    小球藻粉的發酵工藝和濃縮小球藻液的工藝完全不同,并非簡單使用濃縮小球藻干燥獲得,兩者采用的是完全不同的國際頂尖工藝,避免了傳統的光養開放式培養過程中小球藻吸收了環境中的重金屬以及其他有害物質,是最優質的小球藻保健藥品、食品、飲料的原材料。

    小球藻由于具有純天然、非提純、均衡含有人體所需的全面營養素和獨特的綠藻生長因子(CGF)、最高的葉綠素含量和堿性生成量,以及獨有的排毒功能等顯著品質,而成為最科學、最合理、最可靠和最有效的純植物健康補助食品。

    上海光語生物科技有限公司小球藻粉所采用的生產工藝經過多年的技術沉淀,伴隨著現代生物科技的發展更成就了其產品的至臻至純。產品因行銷日本,歐美等世界各地而著名并備受用戶信賴。

    上海光語生物科技有限公司小球藻粉發酵工藝選擇優質純種的蛋白核小球藻,在經過潔凈化處理的淡水及充足陽光的照射和清新空氣的天然環境中,用先進的質量控制及養殖技術進行培育,再經過純化發酵工藝和獨有的破壁技術處理,以領先的生物加工工藝和嚴格的品質檢驗精制成高純度,高吸收率,高活性,富含人體所需均衡營養素的高品質小球藻粉。

    100%小球藻,不添加任何添加劑,并非一般產品可做得到。
    世界技術最先進的小球藻發酵異養工藝,專業的生產廠商,營養按需定制
    最高的C.G.F.(小球藻生長因子)含量!
    味道是濃純正的水藻香味,但不腥臭
    顏色濃綠色,表面均勻,沒有雜質(斑點)感,表面柔潤

  • 泥鰍吃什么

    泥鰍吃什么

    泥鰍被譽為“水中人參”,其味道鮮美,肉質細嫩,營養豐富。?泥鰍養殖是高效設施漁業發展中涌現出的一項新興產業。由于具有極高的營養價值與藥用功效,泥鰍的市場需求穩健,銷售價格相對穩定,從而吸引了不少民間資本投資泥鰍養殖。

    在泥鰍育苗階段需要大量的輪蟲和藻類作為泥鰍的開口餌料,而培養輪蟲也需要大量的藻類,上海光語生物科技有限公司的濃縮小球藻液具有純度高,濃度高,蛋白高的特點,采用全球頂尖的異養發酵技術,使得小球藻濃縮液的品質位居活餌產品前列。

    國內某大型泥鰍養殖場以輪蟲為餌料的泥鰍苗存活率高于僅僅以蛋黃為飼料的實驗組,且以單獨添加輪蟲的清水實驗組成活率最高,但是以同時添加小球藻和蛋黃實驗組的泥鰍魚苗最為壯碩、規格整齊。

    但蛋黃與輪蟲混合投喂并添加了小球藻后,泥鰍魚苗的成活率大幅度提高,且個體明顯大于單獨投喂輪蟲的魚苗。由此可見蛋黃所富含的磷脂和膽固醇可以作為泥鰍發育所需的營養,通過輪蟲濾食后傳遞給泥鰍魚苗,提高了輪蟲的營養價值;同時在培育水體中添加小球藻,既減少了蛋黃對水質的負面影響并穩定了水質,又起到強化輪蟲營養的作用。

    因為泥鰍魚苗游動能力較弱,主動攝食能力不強,因此在投喂餌料的方法上還要注意以下幾個問題。

    ①投喂蛋黃時要均勻,并采用少量多次的方法,避免或減少下沉。

    ②盡量采用輪蟲與蛋黃搭配組合的方法投喂,充分利用輪蟲和蛋黃營養的互補性,減少了蛋黃惡化水質的可能性。

    ③少量補充單細胞藻類,利用藻類的光合作用增加水體溶氧并凈化水質,同時避免藻類濃度過高,影響泥鰍魚苗的正常發育。

    ④保持一定的充氣量,維持水中的溶解氧,促進有機物好氧分解,避免有機物厭氧分解產生有毒的中間物質和終產物,維持和改善水質。同時連續曝氣可以減少蛋黃等餌料下沉并使之分布均勻;但是充氣以微沸狀態為宜,避免泥鰍魚苗逆水游動而耗費體力。

    由此可見,泥鰍養殖需要大量的輪蟲和小球藻,輪蟲的培養也需要大量的小球藻,穩定和優質的小球藻供應是泥鰍養殖的必須掌控的重要環節。

    上海光語生物科技有限公司所采用的小球藻異養發酵技術,產能不受天氣影響,保證穩定供給,可以根據客戶需求定制小球藻的營養組成,同時可以根據用途不同,采用不同工藝將小球藻濃縮液做成投喂功能和肥水功能兩種規格。

  • 螺旋藻有哪些真實準確的作用

    螺旋藻有哪些真實準確的作用

    市面上常見的螺旋藻突出它的保健效果,我們沒有此領域的補充,主要是從螺旋藻營養組成角度分析螺旋藻的作用。

    WHO于2008年公布的《6個月到5歲中度營養不良兒童的食物與營養成分選擇》對于螺旋藻的推薦意見:“有些研究顯示螺旋藻對于改善兒童中度營養不良可能有一定幫助?!幣虼肆瞎懈黽蘋褪竊詵侵蘗甘扯倘鋇厙乒懵菪逡越餼雋甘澄;?a href="//sustainabledevelopment.un.org/index.php?page=view&type=1006&menu=1348&nr=94" target="_blank" rel="nofollow">IIMSAM Sustainable Spirulina Outreach Program .:. Sustainable Development Knowledge Platform

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    根據對螺旋藻的成分分析,螺旋藻蛋白質含量的確很高,但僅限于和一般蔬菜相比。牛奶雞蛋的蛋白質含量不但更高,還更優質.某些地方有螺旋藻鍋底的火鍋,據說味道不錯。

    FAO在1974年說過螺旋藻是“未來最佳食品”,可FAO這個定義也明確指出:只有在特定情況下,即糧食極度缺乏,資源匱乏,螺旋藻才可以作為一種投入產出比較高的作物暫時替代常規食品。這一點在2008年FAO發布一份報告也有體現。

    這份報告推薦的螺旋藻開發方向是:解決貧困地區的營養問題;廢水處理;代替部分家禽、牲畜以及漁業養殖的飼料以降低生產成本;在緊急狀況下暫時解決糧食問題。

    “暫時解決糧食問題”完全是一種應急措施,只有在遭受地震、洪水或者其他自然災害之后,常規糧食難以生產行的情況下,才可以生產螺旋藻來充饑。

    NASA和歐航局在上世紀80年代將螺旋藻作為宇航員長期太空生存的推薦食物的原因,也是源自空間站的空間限制。因此在特殊年代和背景下,FAO以及IIMSAM等國際組織對于螺旋藻的積極態度,也都只是著眼于它有助于解決糧食短缺問題而已。

    螺旋藻主要的營養成分是藻藍蛋白,其他的都次要,國內有實驗室以前做過將藻藍蛋白與癌細胞融合,結果使得癌細胞弱化了不少,當然這個可能不能直接證明抗癌作用。

    在韓國78名60歲以上老年人中進行的:連續16周、每天服用8克的螺旋藻補充劑的受試者比服用安慰劑者,其膽固醇水平降低,一些免疫系統功能指標亦有提升。螺旋藻就是蛋白質含量高(高于60%)而已,最大的功效就是可以作為日常攝入營養替代品。

     

  • 濃縮小球藻液如何肥水

    濃縮小球藻液如何肥水

    每年開春在投喂魚苗蝦苗蟹苗之前基本都要進行肥水,讓水里有更多的浮游動物,我們一般建議客戶使用藻類濃縮液進行肥水,傳統的自養藻基本只能保存5-7天。肥水用的濃縮藻液甚至一個活藻都沒有,而僅僅是一些藻類培養基。

    上海光語生物科技有限公司推出的小球藻水質改良劑,富含活體異養小球藻,常溫保存在10-13天左右,而且活性極高。我們的小球藻液有效活性物濃度是60-70g/L,相當于純小球藻細胞60-70億/ml??突褂靡話愕鈉萌髏芏仍詘湊?0-50萬活體細胞/ml,請按照水體營養情況以及水體容積換算。自然水體小球藻的生存極限密度是500-1000萬細胞/ml(換算成干物質0.05-0.1g/L)。

    投喂濃度過高會導致水體營養物無法滿足藻類生長需要造成活藻缺少營養發黃死亡。

    注意,我們的小球藻細胞濃度指的是純小球藻活性物,不包含細菌數量。市面上的很多產品的細胞密度是包括細菌數量的,因此我們公司一般以藻液有效活性物濃度為標準即每升多少克干物質。

  • 為什么你們的小球藻濃度沒有別人的高,價格卻比別人的貴

    為什么你們的小球藻濃度沒有別人的高,價格卻比別人的貴

    為什么其他每毫升200-300億的小球藻濃縮液才十幾塊到二十幾塊一公斤,而你們的才100億賣得還比他們貴呢?

    市面上的小球藻濃縮液分為自養和異養稀釋2種。

    一般產品的小球藻濃度每毫升200-300億是包括細菌的數量,自養小球藻純度做到5億已經是極限了,而且保存時間很短。

    我們的小球藻是發酵異養,高純度,沒有任何雜質,我們的每毫升100億是實打實的小球藻細胞。營養配比可以根據需要改變。高濃度情況下可以長時間保存。

    異養稀釋的小球藻濃縮液基本上以我們公司的小球藻濃縮液原液為基礎進行稀釋10倍投放市場,所以價格是我們公司價格的1/10才是正常的。

  • 異養發酵小球藻濃縮液有幾種類型

    異養發酵小球藻濃縮液有幾種類型

    根據用途不同,我們公司的異養發酵小球藻濃縮液可以分為肥水和投喂兩種用途,肥水的小球藻濃縮液濃度是每升干物質在60-70g,投喂的小球藻濃縮液濃度是每升干物質90-100g。

    投喂的小球藻濃縮液可以根據投喂對象的不同配比營養物組成,控制蛋白質,脂肪的比例。

    肥水小球藻濃縮液適用于全國大部分地區的水質,但是建議客戶在大批量購買前,先購買少量試驗一下。

    如需使用小球藻干粉請不要選擇購買濃縮液然后干燥的方式,直接購買我們的小球藻粉性價比更高。

  • 如果藻類過濾在濾膜上,保存在液氮里,它還活著嗎?可不可以拿出來培養一下呢

    如果藻類過濾在濾膜上,保存在液氮里,它還活著嗎?可不可以拿出來培養一下呢
    ?一般保存到液氮要用dmso(二甲基亞砜)或或者甘油作為?;ぜ?,如果沒有加?;ぜ量梢耘讎鱸似盟⊙桿俳舛?,有可能有極少的活細胞?。
  • 怎么培養雨生紅球藻

    怎么培養雨生紅球藻

    雨生紅球藻的培養溫度要設在23±1度,營養細胞培養階段的光強設為1300-1600lx,促進蝦青素積累的脅迫階段光強10000-12000lx,靜止培養的話每天手搖3-4次,防止粘壁。管道培養需設計相應結構。

  • 什么是小球藻濃縮液

    什么是小球藻濃縮液

    小球藻是一種圓形的大小2-10微米的單細胞綠藻類,含有優質蛋白質60%以上,碳水化合物20%,葉綠素5%,大量的礦物質,維生素和生物活性物質。濃縮小球藻培是浮游動物和初期魚苗的最佳餌料。

    濃縮活體小球藻,是采用無菌發酵的方式生產,可以放心使用。常年穩定供應,運送迅速。完全解除了水產養殖育苗生產中餌料生物供應的后顧之憂。

    本產品純小球藻,是針對貝類養殖、魚蝦育苗、輪蟲培養等水生動物營養均衡的需要而設置的定向培養。
    產品成分: 小球藻濃縮液每毫升將近200億個細胞。
    產品特點:
    ·使用方便,隨泡隨用,一年四季使用不受氣候影響。
    ·新鮮活力,營養均衡。
    ·成本低廉,本產品每升可培養3—5億輪蟲,相當于養殖戶培養10噸藻水。
    ·節省開支,降低風險,避免養殖戶因受氣候或其它因素影響,藻水密度稀或培養失敗而造成的一切費用和時間的浪費。
    用法用量: 根據培養密度隨機增減投喂量
    儲藏方法: 放置在陰涼干燥處,避免陽光直射
    保質期限: 冷藏3個月

  • 怎么過濾死藻

    怎么過濾死藻

    螺旋藻只能用撈金魚的400目的網,撈上層的活藻,其他的個體小的藻還是用濾紙過濾吧

    至于其他藻類很難區分死藻活藻了,不過一般手動搖過之后一段時間內活藻是懸浮于液體中的,死藻則沉降,可以將懸浮液轉到干凈的瓶子中離心收獲活藻

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